Référence : Life 2025. — PMC12471858 / PMID 41010407 · DOI 10.3390/life15091466 Type : étude phytochimique · Plante : Lierre terrestre · Propriété → Antioxydant Accès : ⭐ libre (open access) → texte intégral traduit Fidélité : traduction intégrale et fidèle du texte des auteurs. Appels [n] omis ; figures/tableaux « [ ] ».
Glechoma hederacea L. (GH) est une espèce peu étudiée qui présente un potentiel phytothérapeutique important et dont les caractéristiques botaniques et le profil phytochimique n’avaient encore jamais été examinés dans le comté de Bihor, dans le nord-ouest de la Roumanie, notamment à Săldăbagiu de Munte (261 m d’altitude) et Beiuș (553 m d’altitude). Dans cette étude, nous avons cherché à examiner l’espèce sous les angles pharmacobotanique et phytochimique, en nous concentrant sur deux populations provenant de zones d’altitudes différentes, sélectionnées comme sites représentatifs pour la collecte de populations de GH. L’analyse morphologique comprenait des examens macroscopiques et microscopiques réalisés par microscopie optique, complétés par l’établissement du profil phytochimique et l’évaluation de l’activité antioxydante. Le profil phénolique a été analysé par chromatographie liquide à haute performance. La teneur totale en composés phénoliques a été déterminée par la méthode de Folin–Ciocalteu, tandis que la teneur totale en flavonoïdes a été évaluée par dosage colorimétrique au chlorure d’aluminium. En outre, la teneur totale en anthocyanes a également été déterminée. Les propriétés antioxydantes des échantillons ont été évaluées au moyen des essais de capacité antioxydante par réduction des ions cuivriques (CUPRAC) et de pouvoir antioxydant par réduction du fer (FRAP). Nos résultats indiquent que GH provenant de la zone de plus haute altitude constitue une source riche en composés phénoliques et présente une activité antioxydante notable. Parmi les composés actifs identifiés, l’apigénine et l’acide caféique ont été trouvés aux concentrations les plus élevées. Ces résultats étayent l’utilisation potentielle de cette espèce dans des formulations phytopharmaceutiques.
Le genre Glechoma L. appartient à la famille des Lamiaceae et comprend huit espèces vivaces réparties en Europe et en Asie, leur centre de diversité se situant en Chine. Glechoma hederacea L. est l’espèce la plus répandue du genre.
En Roumanie, les espèces Glechoma hederacea L. (GH) et Glechoma hirsuta Waldst. et Kit. sont présentes dans la flore sauvage. De ces deux espèces, GH est la plus commune en Roumanie. Elle pousse dans des zones où l’humidité du sol est élevée, dans les forêts, les pâturages et les broussailles des monts Codru-Moma, Semenic et Zarand, ainsi que dans les forêts de feuillus près de Cluj, Bihor, Bucarest, Bran et Prahova. Dans le nord-ouest de la Roumanie, GH est connue localement sous les noms de rotunjioară, buruiana zgaibii ou silnic. Elle est couramment désignée en anglais sous le nom de « ground ivy ». GH est une plante vivace qui possède une série de caractéristiques morphologiques et anatomiques propres au genre Glechoma et, plus généralement, à la famille des Lamiaceae. Les espèces de la famille des Lamiaceae se caractérisent par des tiges tétragones, des feuilles opposées, des inflorescences verticillées et la présence de trichomes protecteurs et glandulaires associés à la sécrétion d’huiles essentielles. Le genre Glechoma se caractérise par des tiges rampantes, des feuilles réniformes à cordiformes aux marges ondulées et des corolles bilabiées pourpres disposées en cymes axillaires. Sur le plan anatomique, GH possède un collenchyme angulaire aux angles de la tige, un épiderme adaxial recouvert de trichomes protecteurs pluricellulaires et un épiderme abaxial. Les feuilles possèdent des glandes sécrétrices, ce qui est caractéristique de la famille des Lamiaceae.
La figure 1 illustre la répartition géographique de GH dans le comté de Bihor (nord-ouest de la Roumanie), d’après les signalements validés de présence issus de la plateforme iNaturalist, consultée afin de confirmer l’espèce en Roumanie.
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Bien qu’elle soit peu connue comme plante médicinale dans la littérature spécialisée et que ses effets thérapeutiques aient été insuffisamment étudiés, GH est utilisée depuis des générations en médecine traditionnelle dans le nord-ouest de la Roumanie, depuis l’époque des Daces, pour les propriétés suivantes : anti-inflammatoire, expectorante, antipyrétique, antidiarrhéique, diurétique, vermifuge, analgésique, antiscorbutique, désinfectante, antispasmodique, cicatrisante et émolliente. Les feuilles fraîchement récoltées ont servi à préparer des remèdes topiques (infusions, teintures, pommades) destinés au traitement de diverses affections telles que l’eczéma, les brûlures, les abcès, les contusions, les plaies, les furoncles ou les lésions caractéristiques du charbon (connues sous le nom de buba vânătă). GH a également été utilisée comme vermifuge en médecine vétérinaire.
En médecine allopathique, GH peut être utilisée comme agent immunothérapeutique pour lutter contre certains types d’inflammation, car elle est très efficace pour interrompre le processus inflammatoire. Les parties aériennes de GH sont riches en divers composés actifs tels que : les flavonoïdes (quercétine, lutéoline, apigénine), les huiles essentielles (riches en camphène, pinocamphène, pinène, menthone, myrcène, pulégone), les acides triterpéniques pentacycliques (acide ursolique, acide 2-α-hydroxyursolique, acide 2-β-hydroxyursolique, acide asiatique), les sesquiterpénoïdes (gléchomanolide, gléchomafurane), les acides phénoliques (acide rosmarinique, acide férulique, acide caféique, acide syringique, acide vanillique), les acides gras, les principes amers, les saponosides et les tanins (6–7 nerprun). En outre, la teneur en minéraux varie selon la région de récolte et peut comprendre des traces d’arsenic, de baryum, de brome, de chlore, de chrome, de cuivre, d’iode, de fer, de phosphore, de manganèse, de molybdène, de nickel, de potassium, de zinc et de titane. L’acide rosmarinique est l’un des esters végétaux les plus abondants, formé à partir d’acide caféique et d’acide lactique 3,4-dihydroxyphénylé, et il est présent à des concentrations élevées dans GH.
L’intérêt des scientifiques pour l’étude de GH tient à la présence d’un grand nombre de composés bioactifs. Grâce à l’effet réducteur de ses constituants, GH a été utilisée pour la synthèse biologique de nanoparticules d’Au/ZnO/Ag qui présentent une activité cytotoxique contre la leucémie. Une autre étude a montré que l’extrait de GH inhibe la synthèse de mélanine dans les cellules de mélanome B16 sans exercer d’effet cytotoxique. GH pourrait ainsi être utile dans le traitement de l’hyperpigmentation et l’éclaircissement de la peau. Ses effets antioxydants, antimicrobiens et anticancéreux ont également été étudiés, toujours au moyen de méthodes in vitro. Actuellement, la recherche pharmaceutique s’attache à découvrir des espèces végétales de la flore sauvage, à identifier les composés biologiquement actifs et à les localiser dans les tissus.
Les conditions environnementales jouent un rôle crucial dans la détermination des caractères morphologiques et de la composition phytochimique des plantes médicinales. Les variations d’altitude, de température, de rayonnement solaire, de propriétés du sol et d’humidité peuvent moduler le métabolisme végétal, entraînant souvent des différences importantes dans la biosynthèse de métabolites secondaires tels que les flavonoïdes, les polyphénols et les anthocyanes. Dans les environnements de plus haute altitude, des températures plus fraîches et un rayonnement UV accru peuvent stimuler l’accumulation de composés phénoliques dans le cadre des mécanismes de protection de la plante. Les différences de pH du sol, de disponibilité des nutriments et de rétention d’eau peuvent en outre influer sur la croissance et les voies métaboliques.
Dans ce contexte, les deux populations de GH examinées dans cette étude — provenant de Săldăbagiu de Munte (261 m d’altitude) et de Beiuș (553 m d’altitude), dans le comté de Bihor, en Roumanie — permettent d’étudier comment des habitats contrastés peuvent influencer leur développement morphologique, leur profil phytochimique et leur activité antioxydante. Notre recherche, qui visait à décrire comparativement les caractéristiques botaniques, morpho-anatomiques et phytochimiques des populations GH1 et GH2, a pour objectif non seulement de documenter les différences interpopulationnelles, mais aussi de mettre en évidence les adaptations écologiques et de les corréler à l’accumulation de composés bioactifs, ce qui pourrait suggérer des chimiotypes distincts. Ces informations sont essentielles à l’identification correcte de la plante et constituent un préalable important aux futures études en médecine et en pharmacie. À cette fin, nous avons réalisé des analyses macroscopiques, microscopiques et histochimiques de l’espèce, ainsi qu’une détermination quantitative de ses composants au moyen de méthodes analytiques avancées.
Pour cette étude, plusieurs spécimens de GH ont été identifiés et récoltés dans la flore sauvage, dans des zones non polluées issues de deux régions d’altitudes différentes. Les populations étudiées provenaient du comté de Bihor, dans le nord-ouest de la Roumanie : GH1, de la forêt proche du village de Săldăbagiu de Munte (47°5′22″ N, 21°58′31″ E), à 261 m d’altitude, et GH2, des environs de la ville de Beiuș (46°34′47″ N, 22°12′59″ E), à 553 m d’altitude. Dix spécimens ont été récoltés sur chaque site durant la période de floraison (entre mars et mai 2024). Des spécimens sains, sans feuilles jaunies, cassées ou desséchées et sans signes d’infestation parasitaire, ont été sélectionnés. Tous les organes végétatifs de GH (racines, tiges, feuilles et fleurs) ont été examinés macroscopiquement et microscopiquement, puis soumis à une analyse phytochimique. Pour les analyses morpho-anatomiques, des plantes entières ont été utilisées (environ 30 g de poids frais par spécimen), tandis que, pour les déterminations phytochimiques, le matériel sec regroupé représentait environ 150 g par population. La codification des échantillons, ainsi que leur origine et leurs caractéristiques environnementales, est présentée dans le tableau 1.
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Un échantillon de l’espèce provenant de chacune des deux populations a été conservé dans l’herbier de la Faculté de médecine et de pharmacie de l’Université d’Oradea, en Roumanie, enregistré dans le Steere Herbarium du NYBG sous les numéros UOP 05732 pour la population GH1 et UOP 05733 pour la population GH2.
Le Trolox (acide 6-hydroxy-2,5,5,7,8-tétraméthylchromane-2-carboxylique), la 2,4,6-tris(2-pyridyl)-S-triazine (TPTZ) et la néocuproïne (2,9-diméthyl-1,10-phénanthroline) ont été achetés auprès de Sigma Aldrich, St. Louis, MO, États-Unis. Le réactif de Folin–Ciocalteu, le chlorure de fer(III) hexahydraté (FeCl3·6H2O), le chlorure de cuivre(II) (CuCl2) et le carbonate de sodium (Na2CO3) ont été achetés auprès de Carl Roth GmbH + Co KG, Karlsruhe, Allemagne. L’éthanol a été acheté auprès de Chimreactiv SRL, Bucarest, Roumanie. L’acétonitrile de qualité HPLC a été acheté auprès de Merck (Darmstadt, Allemagne) et l’eau ultrapure a été purifiée avec le système Direct-Q UV de Millipore (Burlington, MA, États-Unis). Les étalons d’acides chlorogénique et gallique (pureté HPLC de 98 %) et d’apigénine (pureté HPLC de 99 %) provenaient de Sigma (St. Louis, MO, États-Unis).
La caractérisation macroscopique des spécimens des populations GH1 et GH2 a été réalisée conformément aux recommandations de la 10e édition de la Pharmacopée roumaine, en observant séparément, pour chaque partie de la plante, les caractères organoleptiques : aspect (taille, couleur), odeur et goût. Le matériel végétal a été photographié à l’aide d’un appareil Canon EOS R5 équipé d’un objectif Canon RF 35 mm F1.8 Macro IS STM (Canon Inc., Tokyo, Japon), monoculaire.
Les préparations microscopiques ont été obtenues à partir de matériel végétal frais en réalisant des coupes transversales de tous les organes végétaux, ensuite colorées avec une solution hydroalcoolique de réactif de Genevez (rouge Congo et chrysoïdine). Les coupes ont été immergées dans la solution colorante pendant 5 min, puis rincées plusieurs fois à l’eau distillée afin d’éliminer l’excès de colorant. Les observations et l’acquisition des images ont été effectuées avec un microscope optique (Optika, modèle C-B10+ 24010, Ponteranica, Italie) équipé d’objectifs 10×, 20× et 40× et d’une caméra numérique Optika B10.
Pour les analyses phytochimiques, nous avons utilisé la plante entière de GH (racines, tiges, feuilles et fleurs), récoltée au stade de la floraison, séchée à une température moyenne de 40 °C pendant 96 h et réduite en poudre en vue de l’extraction. Le matériel sec obtenu a servi à déterminer la teneur en anthocyanes et à réaliser l’analyse HPLC. Pour la détermination des polyphénols totaux, des flavonoïdes totaux et de l’activité antioxydante, un extrait à 10 % (m/v) a été préparé en faisant macérer pendant 3 jours à température ambiante, à l’abri de la lumière, le matériel végétal sec pulvérisé dans de l’éthanol à 70 %. Après macération, le mélange a été filtré et l’extrait obtenu a été conservé à 4 °C jusqu’à l’analyse.
La teneur totale en composés phénoliques a été quantifiée par le dosage de Folin–Ciocalteu. Dans les conditions alcalines fournies par le carbonate de sodium, les groupes hydroxyle phénoliques réagissent avec le réactif, produisant un changement de couleur mesurable. L’absorbance à 765 nm est corrélée à la concentration des groupes hydroxyle polyphénoliques dans l’échantillon. La solution d’extrait (0,1 mL) contenant 1 000 μg d’extrait a été mélangée à 46 mL d’eau distillée dans une fiole jaugée, puis 1 mL d’agent chimique de Folin–Ciocalteu a été ajouté et la fiole a été soigneusement agitée. Le mélange a été laissé réagir pendant 3 min, puis 3 mL de solution aqueuse de Na2CO3 à 2 % ont été ajoutés. Les concentrations d’acide gallique utilisées pour l’étalonnage étaient comprises entre 20 et 100 PPM. À l’issue des 2 h d’incubation à température ambiante, l’absorbance de chaque mélange a été mesurée à 765 nm avec un spectrophotomètre UV-VIS Shimadzu UV-1700 Pharmaspec, Kyoto, Japon. La même stratégie a également été appliquée aux solutions étalons d’acide gallique et une courbe d’étalonnage a été obtenue (y = 0,0135x + 0,0832, R2 = 0,9963). La TPC des échantillons a été exprimée en milligrammes d’acide gallique (GA) par gramme de matériel végétal sec. Chaque détermination a été réalisée en trois exemplaires et les valeurs moyennes ont été calculées.
Les flavonoïdes totaux ont été mesurés en appliquant une procédure colorimétrique décrite dans des études antérieures. Une fiole jaugée de 10 mL a reçu 1 mL d’extrait alcoolique après dilution de celui-ci avec 4 mL d’eau. Le premier ajout était constitué de 3 mL de solution de NaNO2 à 5 %, suivi, après 5 min, de 0,3 mL d’AlCl3 à 10 %, puis, après 6 min, de 2 mL de NaOH 1 M. De l’eau distillée a été ajoutée dans la fiole jusqu’au trait de jauge. La solution a ensuite été mélangée et son absorbance à 510 nm a été mesurée avec le spectrophotomètre UV-VIS Shimadzu UV-1700 Pharmaspec, Kyoto, Japon. La courbe d’étalonnage a été obtenue avec des étalons de quercétine (Q) compris entre 0,00 et 0,10 mg/mL, donnant l’équation y = 0,8598x − 0,00015 avec R2 = 0,9986 ; la TFC a été exprimée en mg Q/g dw.
La teneur totale en anthocyanes a été déterminée par la méthode spectrophotométrique différentielle du pH, fondée sur la propriété qu’ont les anthocyanes de changer de couleur en fonction du pH. À pH 1,0, la forme oxonium (colorée) prédomine, tandis qu’à pH 4,5, la forme chalcone (incolore) est présente ; la différence entre les spectres d’absorption permet une quantification précise, même en présence de pigments polymérisés ou d’autres composés interférents. Environ 0,15 g de matériel végétal sec pulvérisé provenant de chacune des deux populations de GH a été homogénéisé pendant 1 min à 3 000 tr/min à l’aide d’un homogénéisateur à grande vitesse Ultraturrax (IKA T25, IKA®-Werke GmbH & Co. KG, Staufen, Allemagne), dans du méthanol acidifié avec 0,3 % de HCl. Le mélange a été centrifugé à 2 404× g pendant 20 min au moyen d’une centrifugeuse de laboratoire (Hettich Universal 320, Andreas Hettich GmbH & Co. KG, Tuttlingen, Allemagne), puis le surnageant a été recueilli. Le résidu a été homogénéisé de nouveau et centrifugé encore deux fois dans les mêmes conditions, et tous les surnageants ont été réunis afin d’obtenir l’extrait final, utilisé à la fois pour déterminer la teneur en anthocyanes et pour évaluer l’activité antioxydante. Deux dilutions de l’extrait ont été préparées, l’une dans un tampon de chlorure de potassium (0,025 M, pH 1,0) et l’autre dans un tampon d’acétate de sodium (0,4 M, pH 4,5), ajustées de sorte que l’absorbance à λ_vis-max ne dépasse pas 1,2. Après 15 min à température ambiante, l’absorbance a été mesurée à λ_vis-max et à 700 nm par rapport aux tampons correspondants.
La différence d’absorbance (A) a été calculée comme le décrit l’équation (1) :
(1) A = (Aλvis−max − A700)pH 1,0 − (Aλvis−max − A700)pH 4,5
Pour calculer le pigment anthocyanique monomère dans l’échantillon, la formule suivante a été utilisée :
(2) Anthocyane monomère (mg/L) = A × Mw × DF × 1 000 / ε × 1
où Mw = 449,2 g/mol pour le cyanidine-3-glucoside, DF = facteur de dilution et ε = 26 900 L·mol−1·cm−1. Les résultats ont été exprimés en mg d’équivalents cyanidine-3-glucoside pour 100 g de poids sec (mg C3G/100 g dw), l = 1 cm.
Pour l’extraction, 1 g d’échantillon a été mélangé à 5 mL de méthanol et soniqué pendant 60 min. Le mélange a été centrifugé à 15 269× g pendant 10 min, après quoi les surnageants ont été recueillis, microfiltrés comme décrit précédemment et soumis à une HPLC avec détection par réseau de diodes (DAD). Les analyses ont été réalisées sur un système HPLC Shimadzu Nexera-I équipé d’une colonne de silice Fortis C18 (150 × 2,1 mm, 3 µm), en utilisant un gradient eau acidifiée–acétonitrile, comme détaillé ci-dessous. La phase mobile consistait en un gradient linéaire utilisant de l’eau contenant 0,1 % d’acide formique à pH 2,5 et de l’acétonitrile. La colonne utilisée pour l’analyse HPLC était une Fortis C18, 150 × 2,1 mm × 3 µm, fabriquée par Fortis Technologies Ltd., Cheshire, Royaume-Uni. La colonne a été maintenue à 40 °C durant la séparation et 10 μL de chaque échantillon et étalon ont été injectés. Le débit utilisé était de 1 mL/min. Pour chaque étalon, une courbe d’étalonnage a été construite et l’équation de la courbe, la LOD et la LOQ ont été établies. Une élution par gradient linéaire a été appliquée, en commençant à 80 % d’acide formique, en diminuant jusqu’à 60 % en 5 min, 40 % à 10 min et 20 % à 15 min, concentration maintenue pendant 5 min. La concentration du solvant a ensuite été réduite à 10 % et maintenue pendant 5 min supplémentaires, puis augmentée progressivement à 20 % au cours des 5 min suivantes, avant de revenir progressivement à 80 % à la fin de l’analyse de 40 min. Les données spectrales ont été enregistrées entre 220 et 600 nm. La linéarité de la réponse du détecteur a été vérifiée à l’aide d’étalons d’apigénine et d’acide caféique. Les résultats ont été exprimés en mg pour 100 g de poids sec (dw).
L’activité antioxydante de l’extrait alcoolique obtenu à partir de la plante entière des deux populations de GH récoltées dans des zones géographiques différentes a été déterminée par trois méthodes complémentaires : FRAP (Ferric Reducing Antioxidant Power) et CUPRAC (Cupric Ion Reducing Antioxidant Capacity).
Le dosage FRAP mesure la capacité antioxydante d’après la réduction du complexe Fe(III)-TPTZ en Fe(II)-TPTZ dans des conditions acides, suivie par spectrophotométrie. Les solutions mères ont été préparées comme suit : 270 mg de FeCl3·6H2O dissous dans 50 mL d’eau distillée ; 50 mg de TPTZ avec 1 mL de HCl dissous dans 50 mL d’eau distillée ; et un tampon acétate à 300 mM ajusté à pH 4,5. La solution de travail FRAP a été fraîchement préparée en mélangeant 5 mL de solution de FeCl3·6H2O, 5 mL de solution de TPTZ et 50 mL de tampon acétate, puis incubée pendant 60 min. Le Trolox a servi d’étalon de référence et une courbe d’étalonnage a été établie dans la plage de 0 à 300 μM, avec un coefficient de corrélation R2 = 0,9956 et l’équation de régression y = 0,0017x + 0,0848, où y désigne l’absorbance mesurée à 595 nm. Les résultats sont exprimés en μmol d’équivalents Trolox (TE) par g de poids sec (dw).
La capacité antioxydante de réduction des ions cuivriques a été déterminée au moyen de la méthode CUPRAC, avec des modifications mineures.
Le procédé consistait à placer dans un tube à essai 0,25 mL de solution éthanolique de néocuproïne (7,5 × 10−3 M), 0,25 mL de solution de chlorure cuivrique (0,01 M) et 0,25 mL de solution tampon d’acétate d’ammonium (1 M), puis à les mélanger avec l’extrait végétal. L’ensemble a été mélangé doucement et ajusté à 2 mL avec de l’eau distillée ; les tubes ont ensuite été bouchés et laissés à température ambiante pendant 30 min. Le Trolox a été utilisé comme étalon de référence et une courbe d’étalonnage a été construite pour des concentrations allant de 0 à 2 500 μM. Après 30 min d’incubation, l’absorbance a été enregistrée à 450 nm par rapport à un blanc de réactif. Une augmentation de l’absorbance indiquait une capacité réductrice supérieure de l’échantillon. Les unités de mesure des résultats obtenus étaient les μmol d’équivalents Trolox (TE)/g dw.
Toutes les mesures ont été réalisées en trois exemplaires et les résultats sont présentés sous forme de moyenne ± écart-type (SD). Les analyses statistiques ont été effectuées avec le logiciel JASP, version 0.18 (équipe JASP, Amsterdam, Pays-Bas), en appliquant des tests t pour échantillons indépendants afin de comparer les moyennes des deux populations (GH1 et GH2). Les différences ont été considérées comme statistiquement significatives à p < 0,05. Dans les tableaux, des lettres différentes au sein d’une même colonne indiquent des différences significatives entre les échantillons.
L’analyse macroscopique a été réalisée en comparant les populations GH1 et GH2 (figure 2). Les différences morphologiques de leurs parties végétatives sont dues à l’altitude, au type de sol et à l’exposition à la lumière.
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GH possède un système racinaire fasciculé monopodial, avec des racines d’ordre II et d’ordre III qui servent à ancrer la plante dans le sol et à absorber les nutriments et l’eau. L’espèce possède des tiges plagiotropes ou rampantes (figure 3).
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GH présente les caractéristiques morphologiques suivantes dans ses parties aériennes : la tige est orthotrope, herbacée et quadrangulaire ; le pétiole est inséré de façon opposée au niveau des nœuds ; les feuilles sont réniformes à marges crénelées ; les fleurs sont disposées en cymes, insérées aux nœuds ; toute la surface aérienne est couverte de trichomes protecteurs répartis de manière inégale entre les organes. Sur le plan morphologique, les deux populations de GH récoltées présentent les mêmes éléments structuraux, avec quelques différences morphologiques, comme le montre la figure 4.
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Les plantes GH1 sont plus hautes (21–22 cm), avec une tige quadrangulaire vert clair de 6–7 mm d’épaisseur et un pétiole de 4–5 cm, plus long que le limbe foliaire (environ 3 cm). Le limbe présente une face adaxiale vert foncé et une face abaxiale plus claire, légèrement grisâtre ; les fleurs sont violet clair.
Les plantes GH2 sont plus courtes (10–11 cm), avec une tige quadrangulaire de 5–6 mm d’épaisseur, verte avec des nuances pourpres. Le pétiole (2–2,5 cm), de même longueur que le limbe foliaire, est vert avec des nuances violettes. Le limbe présente une face adaxiale vert foncé et une face abaxiale aux teintes brun pourpre ; les fleurs sont d’un violet plus foncé, ce qui les rend visuellement plus frappantes.
GH1 et GH2 possèdent toutes deux sur la tige des trichomes protecteurs pluricellulaires de longueurs différentes. Par rapport à GH1, GH2 présente une densité plus élevée de trichomes protecteurs par cm², lesquels sont également plus longs et plus épais (figure 5).
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La même différenciation a été observée sur le pétiole ; GH2 possède un plus grand nombre de trichomes protecteurs, plus longs et plus épais que ceux de GH1 (figure 6).
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Les populations GH1 et GH2 possèdent toutes deux des feuilles réniformes aux marges crénelées, disposées de manière opposée, avec une nervation palmée clairement visible sur les deux faces. Sur la face adaxiale, les nervures sont enfoncées dans le limbe foliaire, tandis que sur la face abaxiale elles sont proéminentes et saillantes, conférant à la feuille une texture veloutée. Des différences ont été observées entre les feuilles de GH1 et de GH2, notamment sur les faces abaxiale et adaxiale du limbe (figures 7 et 8). Les feuilles de GH1 possèdent une face adaxiale vert foncé et une face abaxiale plus claire, légèrement grisâtre, avec des nervures de même couleur que le limbe. Le pétiole mesure 4–5 cm, est plus long que le limbe (environ 3 cm) et présente une couleur proche de celle de la tige. À l’inverse, les feuilles de GH2 présentent une face adaxiale vert foncé et une face abaxiale comportant des zones brunes et des nuances pourpres. Leur pétiole est brun, plus court (2–2,5 cm) et de même longueur que le limbe foliaire. Dans les deux populations, les feuilles sont densément couvertes de trichomes protecteurs sur leurs deux faces. Les nervures de la face abaxiale sont brun clair. La forme des feuilles diffère légèrement entre les deux populations. Chez GH1, le limbe semble légèrement allongé et la courbure réniforme à la base du limbe foliaire est plus prononcée.
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Dans les deux populations de GH, la répartition et la densité des trichomes protecteurs de la feuille autour des nervures principales sont significativement plus élevées. Les feuilles de GH2 sont significativement plus longues et contiennent beaucoup plus de trichomes protecteurs que les feuilles de GH1 (figure 8).
Les populations GH1 et GH2 possèdent toutes deux des fleurs zygomorphes, dipétales, disposées en cymes composées de 5–6 fleurs. Le calice est foliacé, gamosépale, infundibuliforme, persistant et comporte cinq sépales. Les sépales sont verts, avec des nuances brun pourpre chez GH2. La corolle est concrescente, bilabiée, violet clair chez GH1 et violet foncé chez GH2. Deux des pétales supérieurs forment la lèvre supérieure, tandis que les pétales restants forment la lèvre inférieure, recouverte de nombreux trichomes protecteurs (figures 9 et 10).
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La forme des trichomes présents sur les pétales diffère entre les populations GH1 et GH2. Chez GH1, les trichomes de la lèvre inférieure sont plus épais et leur extrémité plus arrondie que chez GH2 ; cependant, leur densité est la même dans les deux populations. Il pourrait s’agir d’un polymorphisme au sein des deux populations. Quant à la coloration des pétales, les pétales supérieurs (lèvre supérieure) sont uniformément colorés dans des nuances de violet, tandis que les pétales inférieurs comportent des taches ou des inclusions violet foncé. Les populations GH1 et GH2 possèdent toutes deux un androcée didyname et un gynécée infère tricarpellé. Le stigmate du gynécée est bifurqué.
Le fruit de l’espèce GH est une capsule simple, sèche, indéhiscente et polysperme, composée de trois nucules, contrairement à la plupart des espèces de la famille des Lamiaceae, qui produisent habituellement quatre nucules monospermes. Les sépales persistent pendant tout le développement du fruit (figure 11).
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Un aperçu comparatif des principales caractéristiques morphologiques de GH1 et GH2 est fourni dans le tableau 2 (moyenne ± SD).
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En coupe transversale, la racine de GH présente une forme ovale et se compose des parties suivantes, illustrées à la figure 12 : l’exoderme (g) est unistratifié, avec de fines parois cellulosiques et des cellules étroitement jointives ; le cortex (f) est un tissu fondamental pluristratifié, également appelé parenchyme cortical (mésoderme), qui présente une forme ovale, des espaces intercellulaires et de fines parois cellulosiques ; l’endoderme (e) est la couche la plus interne du cortex, constituée de cellules étroitement serrées et disposées de manière ordonnée, dont les parois sont épaissies par de la lignine ; le péricycle (d) est la couche cellulaire suivante, adjacente à l’endoderme et au cylindre central, et possède de fines parois cellulosiques ; le cylindre central présente une disposition alternée des vaisseaux conducteurs du phloème et du xylème et prend une forte coloration rouge, notamment dans la région du tissu phloémien (a). La distinction entre protophloème et métaphloème n’est pas évidente. Les faisceaux de xylème (c) se divisent en vaisseaux xylémiens qui forment le protoxylème (situé près du péricycle, de plus petit diamètre) et le métaxylème (situé vers le centre de la racine, de plus grand diamètre) (figure 12).
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En coupe transversale, la tige de GH présente une forme tétragonale et plusieurs types de tissus, comme le montrent les figures 13 et 14. L’épiderme (c) est unistratifié et paraît rose à proximité du collenchyme angulaire (h). Cela est dû à la présence d’anthocyanes et à l’absence de chloroplastes. Les cellules épidermiques sont étroitement serrées et leurs parois externes sont légèrement bombées. L’épiderme possède des trichomes pluricellulaires matures (e) et immatures (j). Aux quatre angles de la tige se trouve le collenchyme angulaire (h), caractéristique des plantes en développement ; les parois cellulaires sont fortement épaissies par de la pectine et de la cellulose. Le tissu parenchymateux assimilateur (i) se trouve sous l’épiderme et se compose de 2–3 couches de cellules cylindriques orientées perpendiculairement à la surface épidermique. Ces cellules sont riches en chloroplastes et jouent un rôle dans la photosynthèse. Le cortex (d) se compose de trois couches de cellules comportant des espaces intercellulaires. Le nombre de chloroplastes dans ces cellules est significativement inférieur à celui observé dans le tissu parenchymateux assimilateur. Le péricycle (f) est la couche cellulaire suivante, directement adjacente au cortex et au cylindre central. Les cellules possèdent de fines parois cellulosiques. GH possède des faisceaux vasculaires mixtes (a) aux quatre angles de la tige, en face du collenchyme angulaire. Le xylème se compose du protoxylème (de plus petit diamètre) et du métaxylème (de plus grand diamètre, situé vers le centre). Le tissu phloémien est constitué de cellules encore vivantes et se différencie en protophloème et métaphloème. Le tissu parenchymateux médullaire (g) se compose de plusieurs couches de grandes cellules dotées de fines parois cellulosiques. La lacune centrale (b) est visible au centre (figure 13).
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La structure anatomique de la feuille de GH comprend les parties suivantes : l’épiderme adaxial, le parenchyme assimilateur, différencié en parenchyme palissadique et en parenchyme spongieux, et l’épiderme abaxial. La surface de l’épiderme présente diverses structures : stomates, glandes sécrétrices et trichomes protecteurs pluricellulaires. Les stomates proviennent des cellules épidermiques et jouent un rôle primordial dans les échanges gazeux entre la plante et le milieu extérieur. Ils sont abondants sur les faces adaxiale et abaxiale et se composent de deux cellules stomatiques réniformes se faisant face et remplies de chloroplastes. Entre les cellules stomatiques se trouve l’ostiole, ouverture qui permet les échanges gazeux. Les cellules subsidiaires déterminent le type stomatique ; dans le cas présent, il s’agit de cellules diacytiques.
Les glandes sécrétrices sont visibles sur l’épiderme, chacune étant constituée de huit cellules sécrétrices étroitement jointives (figure 14).
Les trichomes sont des appendices développés à partir de cellules épidermiques qui s’allongent et se divisent perpendiculairement à l’épiderme. L’épiderme porte des trichomes protecteurs pluricellulaires non ramifiés répartis sur les surfaces des feuilles, des tiges et des pétales (figure 15).
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Au niveau des pétales de GH, des papilles sécrétrices (c) peuvent être observées par prélèvement épidermique, conférant à la surface un aspect velouté. Les cellules épidermiques (b) ont une base rectangulaire et paraissent plus foncées que les cellules environnantes. Les papilles sécrétrices sont étroitement serrées et prennent une forme conique vers l’extérieur, où les pigments anthocyaniques s’accumulent dans les vacuoles (a) (figure 16).
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Les teneurs en flavonoïdes, en polyphénols et en anthocyanes différaient entre les deux populations étudiées, très probablement en raison des conditions pédoclimatiques distinctes dans lesquelles les plantes se sont développées. Globalement, GH2 présentait des teneurs supérieures en composés polyphénoliques et flavonoïdes, ainsi qu’en anthocyanes, par rapport à GH1, comme le montre le tableau 3.
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L’analyse statistique a révélé que la différence entre les populations n’était significative que pour la teneur totale en composés phénoliques. GH2 (437,68 ± 9,68 mg GA/g dw) présentait une valeur significativement supérieure à GH1 (315,29 ± 66,18 mg GA/g dw ; p = 0,034). La TFC était légèrement plus élevée chez GH2 (27,37 ± 1,18 mg Q/g dw) que chez GH1 (25,75 ± 1,11 mg Q/g dw), mais la différence n’était pas statistiquement significative (p = 0,160). De même, la teneur en anthocyanes de GH2 (4,41 ± 0,64 mg C3G/100 g dw) dépassait celle de GH1 (3,55 ± 0,13 mg C3G/100 g dw), sans toutefois atteindre le seuil de significativité (p = 0,086).
L’analyse HPLC a été réalisée avec un système de chromatographie liquide à haute performance équipé d’un détecteur DAD, afin de quantifier les différents composés polyphénoliques dans les extraits des deux populations de GH. Une approche d’analyse ciblée a été adoptée, centrée sur l’acide caféique et l’apigénine, choisis comme étalons de référence en raison de leur forte prévalence et de leur pertinence biologique dans GH. Ce choix a permis de quantifier précisément les principaux constituants phénoliques tout en optimisant le temps d’analyse et en réduisant la consommation de ressources. L’acide caféique présentait un temps de rétention de 7,4 min, avec une absorbance maximale à 327 nm, tandis que l’apigénine était détectée à 14,4 min, avec une absorbance maximale à 338 nm. Les courbes d’étalonnage de ces étalons présentaient une excellente linéarité, avec des coefficients de détermination (R2) de 0,9990 pour l’apigénine et de 0,9994 pour l’acide caféique. Les limites de détection (LOD) étaient de 15,6 μg/mL pour l’apigénine et de 5,5 μg/mL pour l’acide caféique, tandis que les limites de quantification (LOQ) étaient respectivement de 26,1 μg/mL et de 11,0 μg/mL, confirmant la sensibilité et la précision élevées de la méthode.
La méthode établie a ensuite été appliquée à l’analyse des extraits de GH. La figure 17A,B) présente les chromatogrammes HPLC des échantillons analysés, enregistrés à 254 nm.
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L’analyse HPLC a mis en évidence des différences significatives dans les teneurs en acide caféique et en apigénine entre les deux populations de GH (tableau 4). L’acide caféique a été détecté à une concentration significativement supérieure chez GH2 (6,80 ± 0,075 mg/100 g dw) par rapport à GH1 (1,70 ± 0,024 mg/100 g dw ; p < 0,001). De même, la teneur en apigénine était significativement supérieure chez GH2 (8,80 ± 0,068 mg/100 g dw) à celle de GH1 (6,20 ± 0,051 mg/100 g dw ; p < 0,001). Ces résultats indiquent que les conditions pédoclimatiques propres au site de collecte de GH2 ont pu favoriser l’accumulation de ces composés phénoliques.
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La capacité antioxydante évaluée par la méthode CUPRAC a montré une différence hautement significative entre les deux populations de GH (p < 0,001). GH2 a enregistré une valeur nettement supérieure (1 172,25 ± 10,52 μmol Trolox/g dw) à celle de GH1 (398,36 ± 4,52 μmol Trolox/g dw). De même, l’essai FRAP a révélé une différence significative (p = 0,013), GH2 présentant un pouvoir réducteur supérieur (724,73 ± 9,15 μmol Trolox/g dw) à celui de GH1 (628,15 ± 5,63 μmol Trolox/g dw). Dans les deux essais, les différentes lettres de significativité attribuées au sein d’une même colonne indiquent des différences statistiquement significatives (p < 0,05) entre GH2 et GH1. Ces résultats sont présentés dans le tableau 5.
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L’analyse comparative des deux populations de GH a révélé certaines différences macroscopiques et phytochimiques, ce qui souligne l’importance des facteurs écologiques dans l’accumulation des métabolites secondaires, conformément à des observations antérieures.
L’analyse macroscopique révèle plusieurs différences morphologiques entre GH1 et GH2. Chez GH1, les tiges aériennes sont plus fines et plus allongées, et les plantes atteignent généralement une hauteur supérieure à celles de la population GH2. Les feuilles de GH1 présentent une teinte verte plus claire, tandis que chez GH2 la face abaxiale de la feuille montre une coloration vert plus foncé, avec des nuances gris-violet. Cette distinction chromatique est également manifeste dans les fleurs, la corolle de GH2 présentant une pigmentation violette plus intense que celle de GH1.
La caractérisation microscopique a révélé une conformation anatomique propre à l’espèce, avec des particularités telles qu’un épiderme portant des trichomes protecteurs pluricellulaires et des glandes sécrétrices. En coupe transversale de la surface foliaire, les deux populations présentent des glandes sécrétrices pluricellulaires, chaque glande étant constituée de huit cellules sécrétrices étroitement reliées. Ces aspects étaient similaires dans les deux populations de GH. La répartition et la densité des trichomes protecteurs sur les feuilles sont remarquablement élevées. Les différences observées dans les feuilles de GH2 montrent un nombre plus élevé de trichomes protecteurs, qui sont également plus longs que chez GH1. Cela suggère une possible adaptation locale ou un polymorphisme écotypique — observation conforme aux études morphologiques menées antérieurement sur d’autres espèces de la famille des Lamiaceae et utile à l’authentification des produits végétaux.
Les différences observées entre les populations GH1 et GH2 peuvent être interprétées comme des adaptations écologiques. Par exemple, la densité et la longueur supérieures des trichomes protecteurs chez GH2 pourraient être liées à des facteurs de stress microclimatiques, notamment un rayonnement UV accru et une humidité moindre à plus haute altitude. Des corrélations similaires entre la densité des trichomes et les facteurs écologiques ont été décrites chez d’autres espèces de Lamiaceae, telles que les espèces de Mentha et Salvia nemorosa. Les trichomes jouent un rôle crucial dans la régulation de la transpiration, la protection contre le rayonnement UV et le stockage des métabolites secondaires volatils.
La pigmentation violette plus intense des pétales de GH2 pourrait indiquer une accumulation accrue d’anthocyanes, connues pour agir comme pigments photoprotecteurs. Des études ont démontré que l’exposition à des niveaux élevés de rayonnement UV-B stimule la biosynthèse des anthocyanes dans les feuilles, les fleurs et les fruits, renforçant ainsi la tolérance de la plante au stress environnemental.
Sur le plan phytochimique, les différences observées entre GH1 et GH2 peuvent être interprétées comme une variation de chimiotype. Des facteurs environnementaux tels que la composition du sol, la température et l’altitude influencent fortement l’accumulation des acides phénoliques, des flavonoïdes et des anthocyanes chez les espèces végétales. Des études antérieures portant sur GH récoltée dans différentes régions d’Europe ont signalé d’importantes variations quantitatives des dérivés phénoliques et de la teneur en flavonoïdes.
Les observations anatomiques et histologiques obtenues pour GH1 et GH2 confirment l’authenticité du matériel végétal grâce à l’identification de caractères diagnostiques tels que les glandes sécrétrices pluricellulaires et les trichomes protecteurs pluricellulaires, ce qui garantit que la matière première utilisée pour l’extraction est correctement identifiée et standardisée et contribue ainsi au contrôle global de la qualité des compléments ou produits naturels obtenus.
Les polyphénols comptent parmi les métabolites secondaires les plus importants de GH et contribuent substantiellement à son potentiel antioxydant. Ces composés, qui comprennent des acides phénoliques (tels que les acides caféique, chlorogénique et rosmarinique) et des flavonoïdes (tels que l’apigénine, la lutéoline et la rutine), agissent comme des capteurs efficaces de radicaux libres et des chélateurs de métaux, protégeant ainsi les tissus végétaux du stress oxydatif. D’autres études ont montré une forte corrélation entre la teneur totale en polyphénols et la capacité antioxydante de GH, quelle que soit la méthode d’extraction employée, et ont démontré que différents procédés de traitement, périodes de récolte et milieux de culture peuvent influer significativement sur sa composition phytochimique, notamment sur les huiles essentielles, les flavonoïdes, les phénols, les terpénoïdes et les acides organiques.
La capacité antioxydante supérieure observée chez GH2, indiquée à la fois par les essais CUPRAC et FRAP, concorde avec sa teneur plus élevée en composés phénoliques, notamment en polyphénols totaux, en flavonoïdes et en anthocyanes, ainsi qu’avec ses concentrations supérieures en composés phénoliques individuels tels que l’acide caféique et l’apigénine. Le fait que GH2 provienne d’un habitat de plus haute altitude suggère que les conditions pédoclimatiques, telles qu’un rayonnement UV accru, les fluctuations de température et d’autres stress abiotiques, peuvent stimuler la biosynthèse de métabolites phénoliques aux propriétés antioxydantes. L’association d’un profil phytochimique plus riche et d’une activité antioxydante supérieure étaye le potentiel de GH2 comme source privilégiée de composés bioactifs pour des applications pharmaceutiques et nutraceutiques. Les résultats de l’étude mettent en évidence les caractéristiques phytochimiques de l’espèce GH, étayées par les observations histo-anatomiques et l’identification de composés phénoliques par analyse HPLC. L’analyse comparative des deux populations GH1 et GH2 a révélé d’importantes variations dans la teneur en composés bioactifs (acide caféique, apigénine), ce qui souligne l’influence des conditions écologiques sur la biosynthèse des métabolites secondaires, comme l’ont indiqué d’autres études récentes.
L’analyse HPLC a confirmé la présence de composés phénoliques tels que l’apigénine et l’acide caféique, précédemment décrits parmi les principaux constituants des extraits de GH. L’apigénine, un flavonoïde reconnu pour ses activités antioxydante, anti-inflammatoire et potentiellement anticancéreuse, était présente à des concentrations accrues chez GH2 (8,80 ± 0,068 mg/g) par rapport à GH1 (6,20 ± 0,051 mg/g), ce qui suggère une possible pertinence pharmaceutique supérieure de cette population.
Des études antérieures portant sur des espèces pharmaceutiquement importantes de la famille des Lamiaceae ont démontré que les acides phénoliques (p. ex., l’acide caféique) et les flavonoïdes (p. ex., l’apigénine) sont largement répandus et jouent un rôle majeur dans leurs propriétés antioxydantes. Par exemple, il a été signalé que les espèces de Mentha contiennent des acides caféique et rosmarinique, ainsi que des flavonoïdes tels que la lutéoline et l’apigénine.
De même, Rosmarinus officinalis (romarin) et les espèces de Salvia (sauge) contiennent de l’acide caféique, de l’apigénine et de l’acide rosmarinique, ainsi que d’autres composés phénoliques, qui contribuent tous à leur activité antioxydante.
Dans ce contexte, notre mise en évidence d’acide caféique et d’apigénine dans GH concorde avec les profils phytochimiques décrits pour d’autres espèces de Lamiaceae présentant un intérêt pharmaceutique.
L’un des principaux facteurs déterminant l’accumulation différentielle de métabolites secondaires chez GH est la composition du sol. La variation altitudinale se reflète étroitement dans les caractéristiques du sol : à 261 m d’altitude (pour GH1), les sols sont plus fertiles et favorisent une croissance végétative vigoureuse, tandis qu’à des altitudes supérieures, comme 553 m (pour GH2), les sols tendent à être plus acides, pauvres en nutriments et à présenter une capacité variable de rétention d’eau. Ces conditions imposent un stress écologique qui favorise l’accumulation de composés bioactifs, notamment les acides phénoliques, les flavonoïdes et les anthocyanes. Cette observation étaye l’hypothèse selon laquelle la population GH2 s’est adaptée à des contraintes écologiques spécifiques.
Globalement, l’analyse comparative des populations GH1 et GH2 met en évidence une variabilité à la fois morphologique et phytochimique, apportant des éléments en faveur d’une adaptation écologique et d’une différenciation des chimiotypes. Ces résultats renforcent la pertinence de notre étude pour comprendre le lien entre biodiversité végétale, facteurs de stress environnementaux et potentiel pharmacognosique.
Les limites actuelles comprennent l’absence de validations in vivo et d’essais pharmacocinétiques, qui seront abordés dans de futures recherches. Par conséquent, la caractérisation morpho-anatomique, microscopique et phytochimique peut constituer une étape essentielle du processus de standardisation et d’authentification du matériel végétal, facilitant ainsi l’intégration des extraits de GH dans des applications cliniques ou nutritionnelles. En outre, la méthode chromatographique appliquée n’a pas permis une résolution complète de tous les polyphénols, car des pics interférents mineurs ont été observés et la résolution de l’apigénine est restée limitée. De plus, l’acide rosmarinique (un constituant phénolique prédominant doté d’une forte pertinence antioxydante chez les espèces de Lamiaceae) n’a pas été inclus dans la présente analyse. Ces aspects peuvent restreindre partiellement l’interprétation de nos résultats phytochimiques et devront être examinés plus avant dans de futures recherches.
Cet article fournit des informations cumulatives, pertinentes et authentiques sur GH issue de la flore spontanée du comté de Bihor, une région du nord-ouest de la Roumanie. À notre connaissance, aucune étude antérieure n’a examiné GH provenant de ces habitats au regard de ses caractéristiques botaniques, phytochimiques et antioxydantes. Les caractéristiques botaniques, morphologiques et anatomiques des organes végétatifs et reproducteurs de GH sont désormais décrites pour la première fois, ce qui constitue une source importante de données pour l’identification correcte de l’espèce. GH1 et GH2 présentent toutes deux certaines modifications morphologiques (tiges plus courtes, coloration plus intense des feuilles et des fleurs, plus grand nombre de trichomes protecteurs à plus haute altitude), telles qu’une adaptation écologique, en réponse aux conditions environnementales (altitude, sol, température, humidité, rayonnement solaire, etc.). Toutefois, les analyses phytochimique et HPLC ont révélé des différences dans les concentrations d’apigénine et d’acide caféique entre les deux populations analysées. Nos résultats apportent de nouvelles connaissances sur la variabilité morphologique, anatomique et phytochimique de GH et étayent son potentiel en tant que source naturelle de composés bioactifs aux propriétés antioxydantes. Dans ce contexte, il est essentiel de comprendre pleinement les caractéristiques botaniques, morphologiques, anatomiques et phytochimiques propres à une espèce végétale afin de garantir une identification précise et d’éviter des substitutions indésirables.